THP-1细胞系是从一名患有急性单核细胞白血病的1岁小男孩的外周血中分离得到的，自1980年建系以来，THP-1细胞被广泛用于单核细胞和巨噬细胞相关的机制、信号通路以及营养和药物运输等研究中。相对于U937、HL-60、ML-2等白血病细胞系，THP-1更有类似人原代单核细胞的形态和功能特征（包括细胞分化标记）。相对于人外周血单核细胞（PBMC），THP-1更易在实验室中培养和扩增，且具有更稳定的基因背景，不存在PBMC的个体差异性问题，利于实验结果的重现。因此，THP-1是各大实验室常用的急性单核细胞白血病细胞系，是研究免疫和炎症的理想工具。

THP-1的应用——巨噬细胞分化与炎症模型

THP-1与人原代单核细胞都可以被诱导分化为巨噬细胞M1和M2，并释放相应的细胞因子。

· 巨噬细胞M1极化：

THP-1可被佛波酯(PMA)诱导分化为巨噬细胞，并且可再通过脂多糖(LPS)和IFN-γ诱导M1极化，释放出TNF-α、IL-6等细胞因子，这是典型的炎症模型。

· 巨噬细胞M2极化：

通过 IL-4 、IL-13和巨噬细胞集落刺激因子（M-CSF）诱导可实现M2极化，分泌TGF-β、IL-10等抑制性细胞因子，这与炎症后期的组织修复和重建的过程类似。

· 粥样硬化慢性炎症模型：

在氧化型低密度脂蛋白（ox-LDL）的作用下，巨噬细胞可进一步形成泡沫细胞，这是动脉粥样硬化斑块内出现的特征性病理细胞，是一种慢性炎症模型。

CRISPR-U™可在THP-1细胞中进行高效的基因编辑

THP-1是一种近四倍体的悬浮细胞，常规的基因编辑方法在THP-1中阳性率很低。由于CRISPR/Cas9易于构建和在人细胞中的毒性较低，在基因编辑应用中备受青睐。CRISPR-U™是源井生物自主研发的应用于基因编辑细胞系的独家技术（基于CRISPR / Cas9技术），采用了最大化基因组编辑效率的策略，基因切割效率和重组效率是普通的CRISPR/Cas9技术的10倍以上，可轻松实现基因敲除（KO）、点突变（PM）、基因敲入（KI）。因此，我们在THP-1中获得的阳性克隆的概率比传统方法更高。

源井可提供的THP-1细胞基因编辑服务：

技术优势

基因敲除

CRISPR-U™基因敲除THP-1细胞：通过核转染法将CRISPR/Cas9转入THP-1细胞中，筛选后挑取单克隆培养。选择不同的克隆分别进行靶位点扩增及测序验证，筛选出基因敲除的阳性克隆。

应用案例：

使用CRISPR/Cas9构建THP-1基因敲除模型，发现与巨噬细胞清除病原体的关键基因

巨噬细胞的吞噬体酸化是其清除病原体的必需步骤，吞噬体酸化与巨噬细胞的代谢以及营养物质转运息息相关，而代谢物的转运与溶质运载蛋白（SLC）密不可分。研究人员发现SLC家族中的碳酸氢盐转运体SLC4A7是巨噬细胞的吞噬体酸化必需的基因。通过CRISPR/Cas9技术在THP-1细胞中敲除SLC4A7，发现细胞质酸度提高，吞噬体的酸化能力降低，其胞内的杀菌能力也相应降低。进行野生型SLC4A7回补后，则增强了吞噬体酸度。 这表明巨噬细胞中SLC4A7对细胞质pH的维持和对吞噬体酸化至关重要。

CRISPR-U™可以通过核转染法高效地将gRNA和Cas9转入THP-1细胞中，筛选后挑取单克隆培养。选择不同的克隆分别进行靶位点扩增及测序验证，筛选出基因敲除的阳性克隆。

参考文献：

Sedlyarov V, Eichner R, Girardi E, etal. The bicarbonate transporter SLC4A7 plays a key role in macrophage phagosome acidification[J]. Cell host & microbe, 2018, 23(6):766-774. e5.

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